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La corrosión microbiana (MIC) es un problema grave en muchas industrias, ya que puede provocar enormes pérdidas económicas.El acero inoxidable súper dúplex 2707 (2707 HDSS) se utiliza en ambientes marinos debido a su excelente resistencia química.Sin embargo, su resistencia a la MIC no ha sido demostrada experimentalmente.Este estudio examinó el comportamiento de MIC 2707 HDSS causado por la bacteria aeróbica marina Pseudomonas aeruginosa.El análisis electroquímico mostró que en presencia de biopelícula de Pseudomonas aeruginosa en el medio 2216E, se produce un cambio positivo en el potencial de corrosión y un aumento en la densidad de la corriente de corrosión.El análisis de espectroscopia fotoelectrónica de rayos X (XPS) mostró una disminución en el contenido de Cr en la superficie de la muestra debajo de la biopelícula.El análisis visual de las fosas mostró que la biopelícula de P. aeruginosa produjo una profundidad máxima de fosas de 0,69 µm durante 14 días de incubación.Aunque esto es pequeño, indica que 2707 HDSS no es completamente inmune a la CIM de las biopelículas de P. aeruginosa.
Los aceros inoxidables dúplex (DSS) se utilizan ampliamente en diversas industrias debido a la combinación perfecta de excelentes propiedades mecánicas y resistencia a la corrosión1,2.Sin embargo, todavía se producen picaduras localizadas que afectan la integridad de este acero3,4.DSS no es resistente a la corrosión microbiana (MIC)5,6.A pesar de la amplia gama de aplicaciones del DSS, todavía hay entornos donde la resistencia a la corrosión del DSS no es suficiente para un uso a largo plazo.Esto significa que se requieren materiales más caros y con mayor resistencia a la corrosión.Jeon et al7 descubrieron que incluso los aceros inoxidables súper dúplex (SDSS) tienen algunas limitaciones en términos de resistencia a la corrosión.Por lo tanto, en algunos casos se requieren aceros inoxidables súper dúplex (HDSS) con mayor resistencia a la corrosión.Esto llevó al desarrollo de HDSS altamente aleado.
La resistencia a la corrosión DSS depende de la proporción de las fases alfa y gamma y se agota en las regiones 8, 9, 10 de Cr, Mo y W adyacentes a la segunda fase.HDSS contiene un alto contenido de Cr, Mo y N11, por lo tanto tiene una excelente resistencia a la corrosión y un alto valor (45-50) del número de resistencia a las picaduras equivalente (PREN) determinado por el % en peso de Cr + 3,3 (% en peso de Mo + 0,5% en peso) + 16% en peso.N12.Su excelente resistencia a la corrosión depende de una composición equilibrada que contenga aproximadamente un 50 % de fases ferríticas (α) y un 50 % austeníticas (γ).HDSS tiene mejores propiedades mecánicas y mayor resistencia a la corrosión por cloruro.La resistencia a la corrosión mejorada amplía el uso de HDSS en entornos con cloruros más agresivos, como los entornos marinos.
Los PRM son un problema importante en muchas industrias, como las del petróleo, el gas y el agua14.El MIC representa el 20 % de todos los daños por corrosión15.La MIC es una corrosión bioelectroquímica que se puede observar en muchos entornos.Las biopelículas que se forman en las superficies metálicas cambian las condiciones electroquímicas, afectando así el proceso de corrosión.Se cree ampliamente que la corrosión del MIC es causada por biopelículas.Los microorganismos electrogénicos devoran los metales para obtener la energía que necesitan para sobrevivir17.Estudios recientes de MIC han demostrado que la EET (transferencia de electrones extracelulares) es el factor limitante de la velocidad de MIC inducida por microorganismos electrogénicos.Zhang et al.18 demostraron que los intermediarios electrónicos aceleran la transferencia de electrones entre las células de Desulfovibrio sessificans y el acero inoxidable 304, lo que resulta en un ataque de MIC más severo.Anning et al.19 y Wenzlaff et al.20 han demostrado que las biopelículas de bacterias corrosivas reductoras de sulfato (SRB) pueden absorber directamente electrones de sustratos metálicos, lo que provoca picaduras graves.
Se sabe que el DSS es susceptible a la MIC en medios que contienen SRB, bacterias reductoras de hierro (IRB), etc.Estas bacterias causan picaduras localizadas en la superficie del DSS debajo de las biopelículas22,23.A diferencia de DSS, el MIC HDSS24 no es muy conocido.
Pseudomonas aeruginosa es una bacteria Gram negativa, móvil y con forma de bastón que se encuentra ampliamente distribuida en la naturaleza25.Pseudomonas aeruginosa también es un grupo microbiano importante en el medio marino, lo que provoca concentraciones elevadas de CIM.Pseudomonas participa activamente en el proceso de corrosión y es reconocida como un colonizador pionero durante la formación de biopelículas.Mahat et al.28 y Yuan et al.29 demostraron que Pseudomonas aeruginosa tiende a aumentar la velocidad de corrosión del acero dulce y aleaciones en ambientes acuáticos.
El objetivo principal de este trabajo fue investigar las propiedades de MIC 2707 HDSS causadas por la bacteria aeróbica marina Pseudomonas aeruginosa utilizando métodos electroquímicos, métodos de análisis de superficies y análisis de productos de corrosión.Se realizaron estudios electroquímicos, incluido el potencial de circuito abierto (OCP), la resistencia a la polarización lineal (LPR), la espectroscopia de impedancia electroquímica (EIS) y la polarización dinámica potencial, para estudiar el comportamiento del MIC 2707 HDSS.Se llevó a cabo un análisis espectrométrico de dispersión de energía (EDS) para detectar elementos químicos en una superficie corroída.Además, se utilizó espectroscopía de fotoelectrones de rayos X (XPS) para determinar la estabilidad de la pasivación de la película de óxido bajo la influencia de un entorno marino que contiene Pseudomonas aeruginosa.La profundidad de las fosas se midió con un microscopio de barrido láser confocal (CLSM).
La Tabla 1 muestra la composición química de 2707 HDSS.La Tabla 2 muestra que 2707 HDSS tiene excelentes propiedades mecánicas con un límite elástico de 650 MPa.En la fig.1 muestra la microestructura óptica de 2707 HDSS tratado térmicamente en solución.En la microestructura que contiene aproximadamente un 50% de fases de austenita y un 50% de ferrita, son visibles bandas alargadas de fases de austenita y ferrita sin fases secundarias.
En la fig.2a muestra el potencial de circuito abierto (Eocp) versus el tiempo de exposición para 2707 HDSS en medio abiótico 2216E y caldo de P. aeruginosa durante 14 días a 37°C.Muestra que el cambio más grande y significativo en la Eocp ocurre dentro de las primeras 24 horas.Los valores de Eocp en ambos casos alcanzaron un máximo de -145 mV (en comparación con SCE) alrededor de las 16 h y luego cayeron bruscamente, alcanzando -477 mV (en comparación con SCE) y -236 mV (en comparación con SCE) para la muestra abiótica.y P cupones de Pseudomonas aeruginosa, respectivamente).Después de 24 horas, el valor Eocp 2707 HDSS para P. aeruginosa fue relativamente estable en -228 mV (en comparación con SCE), mientras que el valor correspondiente para muestras no biológicas fue de aproximadamente -442 mV (en comparación con SCE).La Eocp en presencia de P. aeruginosa fue bastante baja.
Estudio electroquímico de 2707 muestras de HDSS en medio abiótico y caldo de Pseudomonas aeruginosa a 37 °C:
(a) Eocp en función del tiempo de exposición, (b) curvas de polarización en el día 14, (c) Rp en función del tiempo de exposición y (d) icorr en función del tiempo de exposición.
La Tabla 3 muestra los parámetros de corrosión electroquímica de 2707 muestras de HDSS expuestas a medios abióticos y inoculados con Pseudomonas aeruginosa durante un período de 14 días.Las tangentes de las curvas del ánodo y del cátodo se extrapolaron para obtener intersecciones que dieran la densidad de corriente de corrosión (icorr), el potencial de corrosión (Ecorr) y la pendiente de Tafel (βα y βc) según métodos estándar30,31.
Como se muestra en la fig.2b, un desplazamiento hacia arriba en la curva de P. aeruginosa resultó en un aumento de Ecorr en comparación con la curva abiótica.El valor de icorr, que es proporcional a la velocidad de corrosión, aumentó a 0,328 µA cm-2 en la muestra de Pseudomonas aeruginosa, que es cuatro veces mayor que en la muestra no biológica (0,087 µA cm-2).
LPR es un método electroquímico no destructivo clásico para un análisis rápido de la corrosión.También se ha utilizado para estudiar MIC32.En la fig.2c muestra la resistencia de polarización (Rp) en función del tiempo de exposición.Un valor Rp más alto significa menos corrosión.En las primeras 24 horas, Rp 2707 HDSS alcanzó un máximo de 1955 kΩ cm2 para especímenes abióticos y 1429 kΩ cm2 para especímenes de Pseudomonas aeruginosa.La Figura 2c también muestra que el valor de Rp disminuyó rápidamente después de un día y luego permaneció relativamente sin cambios durante los siguientes 13 días.El valor Rp de una muestra de Pseudomonas aeruginosa es de aproximadamente 40 kΩ cm2, que es mucho menor que el valor de 450 kΩ cm2 de una muestra no biológica.
El valor de icorr es proporcional a la velocidad de corrosión uniforme.Su valor se puede calcular a partir de la siguiente ecuación de Stern-Giri:
Según Zoe et al.33, el valor típico de la pendiente B de Tafel en este trabajo se tomó como 26 mV/dec.La Figura 2d muestra que la icorr de la muestra no biológica 2707 se mantuvo relativamente estable, mientras que la muestra de P. aeruginosa fluctuó mucho después de las primeras 24 horas.Los valores de icorr de las muestras de P. aeruginosa fueron un orden de magnitud superiores a los de los controles no biológicos.Esta tendencia es consistente con los resultados de la resistencia a la polarización.
EIS es otro método no destructivo utilizado para caracterizar reacciones electroquímicas en superficies corroídas.Espectros de impedancia y valores de capacitancia calculados de muestras expuestas a un ambiente abiótico y solución de Pseudomonas aeruginosa, resistencia pasiva de película/biopelícula Rb formada en la superficie de la muestra, resistencia de transferencia de carga Rct, capacitancia eléctrica de doble capa Cdl (EDL) y parámetros constantes del elemento de fase QCPE (CPE).Estos parámetros se analizaron más a fondo ajustando los datos utilizando un modelo de circuito equivalente (CEE).
En la fig.3 muestra gráficos típicos de Nyquist (a y b) y diagramas de Bode (a' y b') para 2707 muestras de HDSS en medios abióticos y caldo de P. aeruginosa para diferentes tiempos de incubación.El diámetro del anillo de Nyquist disminuye en presencia de Pseudomonas aeruginosa.El diagrama de Bode (Fig. 3b') muestra el aumento de la impedancia total.La información sobre la constante de tiempo de relajación se puede obtener a partir de los máximos de fase.En la fig.La figura 4 muestra las estructuras físicas basadas en una monocapa (a) y una bicapa (b) y las CEE correspondientes.El CPE se introduce en el modelo EEC.Su admitancia e impedancia se expresan de la siguiente manera:
Dos modelos físicos y sus correspondientes circuitos equivalentes para ajustar el espectro de impedancia de la muestra 2707 HDSS:
donde Y0 es el valor de KPI, j es el número imaginario o (-1)1/2, ω es la frecuencia angular, n es el índice de potencia de KPI menor que uno35.La inversión de la resistencia de transferencia de carga (es decir, 1/Rct) corresponde a la velocidad de corrosión.Cuanto más pequeño es el Rct, mayor es la tasa de corrosión27.Después de 14 días de incubación, el Rct de muestras de Pseudomonas aeruginosa alcanzó 32 kΩ cm2, que es mucho menor que los 489 kΩ cm2 de muestras no biológicas (Tabla 4).
Las imágenes CLSM y las imágenes SEM en la Figura 5 muestran claramente que el recubrimiento de biopelícula en la superficie de la muestra 2707 de HDSS después de 7 días es denso.Sin embargo, después de 14 días, la cobertura del biofilm era deficiente y aparecieron algunas células muertas.La Tabla 5 muestra el espesor de la biopelícula en 2707 muestras de HDSS después de la exposición a P. aeruginosa durante 7 y 14 días.El espesor máximo de la biopelícula cambió de 23,4 µm después de 7 días a 18,9 µm después de 14 días.El espesor medio de la biopelícula también confirmó esta tendencia.Disminuyó de 22,2 ± 0,7 μm después de 7 días a 17,8 ± 1,0 μm después de 14 días.
(a) Imagen CLSM 3-D a los 7 días, (b) Imagen CLSM 3-D a los 14 días, (c) Imagen SEM a los 7 días y (d) Imagen SEM a los 14 días.
Los EMF revelaron elementos químicos en biopelículas y productos de corrosión en muestras expuestas a P. aeruginosa durante 14 días.En la fig.La Figura 6 muestra que el contenido de C, N, O y P en biopelículas y productos de corrosión es significativamente mayor que en los metales puros, ya que estos elementos están asociados con biopelículas y sus metabolitos.Los microbios sólo necesitan pequeñas cantidades de cromo y hierro.Los altos niveles de Cr y Fe en la biopelícula y los productos de corrosión en la superficie de las muestras indican que la matriz metálica ha perdido elementos debido a la corrosión.
Después de 14 días, se observaron hoyuelos con y sin P. aeruginosa en el medio 2216E.Antes de la incubación, la superficie de las muestras era lisa y libre de defectos (Fig. 7a).Después de la incubación y eliminación de la biopelícula y los productos de corrosión, se examinaron las picaduras más profundas en la superficie de las muestras utilizando CLSM, como se muestra en las figuras 7b y c.No se encontraron picaduras obvias en la superficie de los controles no biológicos (profundidad máxima de picaduras 0,02 µm).La profundidad máxima de las picaduras causada por P. aeruginosa fue de 0,52 µm a los 7 días y de 0,69 µm a los 14 días, según la profundidad máxima promedio de las picaduras de 3 muestras (se seleccionaron 10 profundidades máximas de las picaduras para cada muestra).Logro de 0,42 ± 0,12 µm y 0,52 ± 0,15 µm, respectivamente (Tabla 5).Estos valores de profundidad de los agujeros son pequeños pero importantes.
(a) antes de la exposición, (b) 14 días en un ambiente abiótico y (c) 14 días en caldo de Pseudomonas aeruginosa.
En la fig.La Tabla 8 muestra los espectros XPS de varias superficies de muestra, y la composición química analizada para cada superficie se resume en la Tabla 6. En la Tabla 6, los porcentajes atómicos de Fe y Cr en presencia de P. aeruginosa (muestras A y B) fueron mucho más bajos que los de los controles no biológicos.(muestras C y D).Para una muestra de P. aeruginosa, la curva espectral al nivel del núcleo de Cr 2p se ajustó a cuatro componentes del pico con energías de enlace (BE) de 574,4, 576,6, 578,3 y 586,8 eV, que pueden atribuirse a Cr, Cr2O3, CrO3. .y Cr(OH)3, respectivamente (Fig. 9a yb).Para muestras no biológicas, el espectro del nivel principal de Cr 2p contiene dos picos principales para Cr (573,80 eV para BE) y Cr2O3 (575,90 eV para BE) en las Figs.9c yd, respectivamente.La diferencia más sorprendente entre las muestras abióticas y las muestras de P. aeruginosa fue la presencia de Cr6+ y una mayor proporción relativa de Cr(OH)3 (BE 586,8 eV) debajo de la biopelícula.
Los amplios espectros XPS de la superficie de la muestra 2707 HDSS en dos medios son de 7 y 14 días, respectivamente.
(a) 7 días de exposición a P. aeruginosa, (b) 14 días de exposición a P. aeruginosa, (c) 7 días en un ambiente abiótico y (d) 14 días en un ambiente abiótico.
HDSS exhibe un alto nivel de resistencia a la corrosión en la mayoría de los entornos.Kim et al.2 informaron que HDSS UNS S32707 fue identificado como un DSS altamente aleado con un PREN superior a 45. El valor PREN de la muestra 2707 HDSS en este trabajo fue 49. Esto se debe al alto contenido de cromo y al alto contenido de molibdeno y níquel, que son útiles en ambientes ácidos.y ambientes con alto contenido de cloruro.Además, una composición bien equilibrada y una microestructura libre de defectos son beneficiosas para la estabilidad estructural y la resistencia a la corrosión.Sin embargo, a pesar de su excelente resistencia química, los datos experimentales de este trabajo sugieren que 2707 HDSS no es completamente inmune a las CIM de biopelículas de P. aeruginosa.
Los resultados electroquímicos mostraron que la velocidad de corrosión de 2707 HDSS en caldo de P. aeruginosa aumentó significativamente después de 14 días en comparación con el entorno no biológico.En la Figura 2a se observó una disminución de la Eocp tanto en el medio abiótico como en el caldo de P. aeruginosa durante las primeras 24 horas.Después de eso, la biopelícula cubre completamente la superficie de la muestra y la Eocp se vuelve relativamente estable36.Sin embargo, el nivel de Eocp biológico fue mucho más alto que el nivel de Eocp no biológico.Hay razones para creer que esta diferencia está asociada con la formación de biopelículas de P. aeruginosa.En la fig.2d en presencia de P. aeruginosa, el valor de icorr 2707 HDSS alcanzó 0,627 μA cm-2, que es un orden de magnitud mayor que el del control abiótico (0,063 μA cm-2), lo que fue consistente con el valor de Rct medido por EIS.Durante los primeros días, los valores de impedancia en el caldo de P. aeruginosa aumentaron debido a la unión de células de P. aeruginosa y la formación de biopelículas.Sin embargo, cuando la biopelícula cubre completamente la superficie de la muestra, la impedancia disminuye.La capa protectora es atacada principalmente debido a la formación de biopelículas y metabolitos de biopelículas.En consecuencia, la resistencia a la corrosión disminuyó con el tiempo y la adhesión de P. aeruginosa provocó corrosión localizada.Las tendencias en los ambientes abióticos fueron diferentes.La resistencia a la corrosión del control no biológico fue mucho mayor que el valor correspondiente de las muestras expuestas al caldo de P. aeruginosa.Además, para las accesiones abióticas, el valor HDSS de Rct 2707 alcanzó 489 kΩ cm2 el día 14, que es 15 veces mayor que el valor de Rct (32 kΩ cm2) en presencia de P. aeruginosa.Por lo tanto, 2707 HDSS tiene una excelente resistencia a la corrosión en un ambiente estéril, pero no es resistente a las CIM de las biopelículas de P. aeruginosa.
Estos resultados también pueden observarse en las curvas de polarización de las Figs.2b.La ramificación anódica se ha asociado con la formación de biopelículas de Pseudomonas aeruginosa y reacciones de oxidación de metales.En este caso, la reacción catódica es la reducción de oxígeno.La presencia de P. aeruginosa aumentó significativamente la densidad de la corriente de corrosión, aproximadamente un orden de magnitud mayor que en el control abiótico.Esto indica que la biopelícula de P. aeruginosa mejora la corrosión localizada de 2707 HDSS.Yuan et al.29 encontraron que la densidad de la corriente de corrosión de la aleación Cu-Ni 70/30 aumentaba bajo la acción de la biopelícula de P. aeruginosa.Esto puede deberse a la biocatálisis de la reducción de oxígeno por biopelículas de Pseudomonas aeruginosa.Esta observación también puede explicar el MIC 2707 HDSS en este trabajo.También puede haber menos oxígeno debajo de las biopelículas aeróbicas.Por lo tanto, la negativa a volver a pasivar la superficie del metal con oxígeno puede ser un factor que contribuya a la MIC en este trabajo.
Dickinson y cols.38 sugirieron que la velocidad de las reacciones químicas y electroquímicas puede verse directamente afectada por la actividad metabólica de las bacterias sésiles en la superficie de la muestra y la naturaleza de los productos de corrosión.Como se muestra en la Figura 5 y la Tabla 5, la cantidad de células y el espesor de la biopelícula disminuyeron después de 14 días.Esto puede explicarse razonablemente por el hecho de que después de 14 días, la mayoría de las células sésiles en la superficie de 2707 HDSS murieron debido al agotamiento de nutrientes en el medio 2216E o a la liberación de iones metálicos tóxicos de la matriz de 2707 HDSS.Esta es una limitación de los experimentos por lotes.
En este trabajo, una biopelícula de P. aeruginosa contribuyó al agotamiento local de Cr y Fe debajo de la biopelícula en la superficie de 2707 HDSS (Fig. 6).La Tabla 6 muestra la reducción de Fe y Cr en la muestra D en comparación con la muestra C, lo que indica que el Fe y Cr disueltos causados ​​por la biopelícula de P. aeruginosa persistieron durante los primeros 7 días.El entorno 2216E se utiliza para simular el entorno marino.Contiene 17700 ppm de Cl-, lo que es comparable al contenido del agua de mar natural.La presencia de 17700 ppm de Cl- fue la razón principal de la disminución de Cr en muestras abióticas de 7 y 14 días analizadas por XPS.En comparación con las muestras de P. aeruginosa, la disolución de Cr en muestras abióticas fue mucho menor debido a la fuerte resistencia del 2707 HDSS al cloro en condiciones abióticas.En la fig.9 muestra la presencia de Cr6+ en la película pasivante.Puede estar involucrado en la eliminación de cromo de las superficies de acero mediante biopelículas de P. aeruginosa, como sugieren Chen y Clayton.
Debido al crecimiento bacteriano, los valores de pH del medio antes y después del cultivo fueron 7,4 y 8,2, respectivamente.Por lo tanto, debajo de la biopelícula de P. aeruginosa, es poco probable que la corrosión de los ácidos orgánicos contribuya a este trabajo debido al pH relativamente alto en el medio a granel.El pH del medio de control no biológico no cambió significativamente (de 7,4 inicial a 7,5 final) durante el período de prueba de 14 días.El aumento del pH en el medio de inoculación después de la incubación se asoció con la actividad metabólica de P. aeruginosa y se encontró que tenía el mismo efecto sobre el pH en ausencia de tiras reactivas.
Como se muestra en la Figura 7, la profundidad máxima de la fosa causada por la biopelícula de P. aeruginosa fue de 0,69 µm, que es mucho mayor que la del medio abiótico (0,02 µm).Esto es consistente con los datos electroquímicos descritos anteriormente.La profundidad de la picadura de 0,69 µm es más de diez veces menor que el valor de 9,5 µm informado para 2205 DSS en las mismas condiciones.Estos datos muestran que 2707 HDSS exhibe una mejor resistencia a los MIC que 2205 DSS.Esto no debería ser una sorpresa, ya que 2707 HDSS tiene niveles más altos de Cr que proporcionan una pasivación más prolongada, más difícil de despasivar P. aeruginosa y, debido a su estructura de fases equilibrada sin precipitación secundaria dañina, provoca picaduras.
En conclusión, se encontraron hoyos de MIC en la superficie de 2707 HDSS en caldo de P. aeruginosa en comparación con hoyos insignificantes en el ambiente abiótico.Este trabajo muestra que 2707 HDSS tiene mejor resistencia a MIC que 2205 DSS, pero no es completamente inmune a MIC debido a la biopelícula de P. aeruginosa.Estos resultados ayudan en la selección de aceros inoxidables adecuados y la esperanza de vida para el entorno marino.
Cupón para 2707 HDSS proporcionado por la Escuela de Metalurgia de la Universidad Northeastern (NEU) en Shenyang, China.La composición elemental de 2707 HDSS se muestra en la Tabla 1, que fue analizada por el Departamento de Pruebas y Análisis de Materiales de NEU.Todas las muestras se trataron para solución sólida a 1180°C durante 1 hora.Antes de la prueba de corrosión, se pulió un HDSS 2707 en forma de moneda con una superficie abierta superior de 1 cm2 hasta un grano 2000 con papel de lija de carburo de silicio y luego se pulió con una suspensión de polvo de Al2O3 de 0,05 µm.Los laterales y el fondo están protegidos con pintura inerte.Después del secado, las muestras se lavaron con agua desionizada estéril y se esterilizaron con etanol al 75% (v/v) durante 0,5 h.Luego se secaron al aire bajo luz ultravioleta (UV) durante 0,5 h antes de su uso.
La cepa MCCC 1A00099 de Pseudomonas aeruginosa marina se adquirió en el Centro de Colección de Cultivos Marinos de Xiamen (MCCC), China.Pseudomonas aeruginosa se cultivó en condiciones aeróbicas a 37 °C en matraces de 250 ml y celdas electroquímicas de vidrio de 500 ml utilizando medio líquido Marine 2216E (Qingdao Hope Biotechnology Co., Ltd., Qingdao, China).El medio contiene (g/l): 19,45 NaCl, 5,98 MgCl2, 3,24 Na2SO4, 1,8 CaCl2, 0,55 KCl, 0,16 Na2CO3, 0,08 KBr, 0,034 SrCl2, 0,08 SrBr2, 0,022 H3BO3, 0,004 NaSiO3, 0016 26NH3, 3,0016 NH3 5,0 peptona, 1,0 extracto de levadura y 0,1 de citrato de hierro.Autoclave a 121°C durante 20 minutos antes de la inoculación.Cuente las células sésiles y planctónicas con un hemocitómetro bajo un microscopio óptico con un aumento de 400x.La concentración inicial de Pseudomonas aeruginosa planctónica inmediatamente después de la inoculación fue de aproximadamente 106 células/ml.
Las pruebas electroquímicas se llevaron a cabo en una celda de vidrio clásica de tres electrodos con un volumen medio de 500 ml.La lámina de platino y el electrodo de calomelanos saturados (SAE) se conectaron al reactor a través de capilares Luggin llenos de puentes salinos, que sirvieron como contraelectrodos y electrodos de referencia, respectivamente.Para la fabricación de electrodos de trabajo, se adjuntó alambre de cobre engomado a cada muestra y se cubrió con resina epoxi, dejando aproximadamente 1 cm2 de área desprotegida para el electrodo de trabajo en un lado.Durante las mediciones electroquímicas, las muestras se colocaron en el medio 2216E y se mantuvieron a una temperatura de incubación constante (37°C) en un baño de agua.Los datos de OCP, LPR, EIS y polarización dinámica potencial se midieron utilizando un potenciostato Autolab (Reference 600TM, Gamry Instruments, Inc., EE. UU.).Las pruebas LPR se registraron a una velocidad de exploración de 0,125 mV s-1 en el rango de -5 a 5 mV con Eocp y una frecuencia de muestreo de 1 Hz.La EIS se realizó con una onda sinusoidal en un rango de frecuencia de 0,01 a 10.000 Hz utilizando un voltaje aplicado de 5 mV en Eocp en estado estacionario.Antes del barrido de potencial, los electrodos estaban en modo inactivo hasta que se alcanzó un valor estable del potencial de corrosión libre.Luego se midieron las curvas de polarización de -0,2 a 1,5 V en función de Eocp a una velocidad de exploración de 0,166 mV/s.Cada prueba se repitió 3 veces con y sin P. aeruginosa.
Las muestras para análisis metalográfico se pulieron mecánicamente con papel húmedo de SiC de grano 2000 y luego se pulieron adicionalmente con una suspensión de polvo de Al2O3 de 0,05 µm para observación óptica.El análisis metalográfico se realizó mediante un microscopio óptico.Las muestras se grabaron con una solución al 10% en peso de hidróxido de potasio 43.
Después de la incubación, las muestras se lavaron 3 veces con solución salina tamponada con fosfato (PBS) (pH 7,4 ± 0,2) y luego se fijaron con glutaraldehído al 2,5% (v/v) durante 10 horas para fijar las biopelículas.Luego se deshidrató con etanol discontinuo (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% y 100% en volumen) antes del secado al aire.Finalmente, se deposita una película de oro sobre la superficie de la muestra para proporcionar conductividad para la observación SEM.Las imágenes SEM se enfocaron en puntos con las células más sésiles de P. aeruginosa en la superficie de cada muestra.Realizar un análisis EDS para encontrar elementos químicos.Se utilizó un microscopio de barrido láser confocal Zeiss (CLSM) (LSM 710, Zeiss, Alemania) para medir la profundidad de la fosa.Para observar picaduras de corrosión debajo de la biopelícula, primero se limpió la muestra de prueba de acuerdo con el Estándar Nacional Chino (CNS) GB/T4334.4-2000 para eliminar los productos de corrosión y la biopelícula de la superficie de la muestra de prueba.
El análisis de espectroscopia fotoelectrónica de rayos X (XPS, sistema de análisis de superficie ESCALAB250, Thermo VG, EE. UU.) se realizó utilizando una fuente de rayos X monocromática (línea Kα de aluminio con una energía de 1500 eV y una potencia de 150 W) en un amplio rango de energías de enlace 0 en condiciones estándar de –1350 eV.Los espectros de alta resolución se registraron utilizando una energía de transmisión de 50 eV y un paso de 0,2 eV.
Las muestras incubadas se retiraron y se lavaron suavemente con PBS (pH 7,4 ± 0,2) durante 15 s45.Para observar la viabilidad bacteriana de las biopelículas en las muestras, las biopelículas se tiñeron utilizando el kit de viabilidad bacteriana LIVE/DEAD BacLight (Invitrogen, Eugene, OR, EE. UU.).El kit contiene dos tintes fluorescentes: tinte fluorescente verde SYTO-9 y tinte fluorescente rojo de yoduro de propidio (PI).En CLSM, los puntos verdes y rojos fluorescentes representan células vivas y muertas, respectivamente.Para la tinción, se incubó 1 ml de una mezcla que contenía 3 µl de SYTO-9 y 3 µl de solución de PI durante 20 minutos a temperatura ambiente (23 °C) en la oscuridad.Posteriormente, las muestras teñidas se examinaron en dos longitudes de onda (488 nm para células vivas y 559 nm para células muertas) utilizando un aparato Nikon CLSM (C2 Plus, Nikon, Japón).El espesor de la biopelícula se midió en modo de escaneo 3D.
Cómo citar este artículo: Li, H. et al.Corrosión microbiana del acero inoxidable súper dúplex 2707 por biopelícula marina de Pseudomonas aeruginosa.la ciencia.6, 20190. doi: 10.1038/srep20190 (2016).
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